Konservierung

Die Untersuchung der Genitalstrukturen ist die Standardmethode zur Artbestimmung von Trichoptera. Sie ist am einfachsten an Tieren durchführbar, die sofort nach dem Fang konserviert werden. Die abdominalen Bestimmungsmerkmale vieler Arten bleiben am besten erkennbar, wenn die Tiere erst nach einer Betäubung oder der Tötung (z.B. mit Essigäther im Tötungsglas) in die Konservierungsflüssigkeit gelegt werden. Die Tiere bleiben gestreckt und verkrampfen nicht. Der Präparationsaufwand für die Determination insbesondere von Hydropsyche-Weibchen verringert sich durch diese Behandlung enorm.

Als Konservierungsmittel hat sich das in vergällter Form preisgünstig erhältliche und gesundheitlich (bei mäßigem Genuss) unbedenkliche Ethanol bewährt. Aus gesundheitlichen Gründen sollte auf die Verwendung von Formol (= Formalin, Formaldehyd) verzichtet werden, da es krebserregend ist.

Massenfänge sollten immer in ausreichend Ethanol aufbewahrt werden, damit es nicht zu einer Verölung und bei Hydropsyche-Weibchen zu einem Zusetzen der Zangengruben kommt. In einem Behältnis sollte über den gefangenen Tieren deshalb immer ein deutlicher Überstand an Ethanol vorhanden sein.

Die Konzentration des Ethanols sollte für die Erstkonservierung nach dem Fang 65 % nicht übersteigen, damit die Tiere weich bleiben und die Genitalstrukturen z.B. durch leichten seitlichen Druck auf das Abdomen hervortreten. Nach der Bestimmung können die Tiere zur dauerhaften Präparation in höhere Konzentrationen (75 - 85 %) überführt werden. Sollen Tiere für DNA-Untersuchungen gefangen und konserviert werden, ist eine Konservierung in hochkonzentriertem Ethanol (96 %) angeraten.

 

Bestimmung

Die Untersuchung der Tiere unter dem Binokular erfolgt in frischer Konservierungsflüssigkeit, da diese hilft, störende Lichtreflexe der Behaarung auszuschalten. Die für die Determination wichtigen Strukturen sind leichter erkennbar.
Zur Präparation und zur Betrachtung der Strukturen eignet sich am besten ein Binokular, da es ein seitenrichtiges Bild erzeugt. Das Binokular sollte Vergrößerungen von mindestens 5 - 40-fach ermöglichen. Je größer, desto besser für die Determination. Kleinste Strukturen wie z.B. die Vaginalsklerite von Hydroptilidae-Weibchen müssen nach Präparation gegebenenfalls unter einem Mikroskop bei 100 - 400facher Vergrößerung betrachtet werden.

 

Präparation

Bei schwer bestimmbaren Arten (z.B. Hydroptilidae-Weibchen) müssen im Körperinnern liegende Mikro-Strukturen vor der Determination sichtbar gemacht werden. Für die Entfernung störenden Körpergewebes verwende ich folgende Methode:

Die KOH-Methode (Mazeration)

Das Abdomen oder die letzten 4 - 5 Abdominalsegmente werden bei in Flüssigkeiten aufbewahrten (elastischen) Tieren abgetrennt und in erwärmte 8 - 10 %ige Kali-Lauge überführt. Ersatzweise kann auch Milchsäure (90%) oder ein aggressives Bleichmittel auf Chlorbasis (z. B. Eau de Javel) verwendet werden (Achtung: Gesundheitsgefahren beim Einatmen der Dämpfe!). Je nach Größe des Präparates ist eine Mazerationszeit von 10 - 20 Minuten erforderlich. Ist das innere Gewebe gelblich, klar und zähflüssig, muss das Präparat ausreichend lange gewässert werden. Nach einigen Minuten verflüssigt sich das im Körperinnern befindliche Gewebe und die für die Determination wichtigen sklerotisierten Strukturen werden sichtbar. (bei zu kurzer Mazerationszeit nimmt das Gewebe zwar Wasser auf, verflüssigt sich aber nicht und das Abdomen platzt). Nach dem Wässern und Ausmassieren des verflüssigten Gewebes mit einer Präparationsnadel kann das Präparat in Ethanol überführt werden. Ist eine mikroskopische Untersuchung erforderlich, wird das Präparat danach in einen Glycerintropfen auf einen Objektträger gebettet.

 

Untersuchung von Trockenmaterial

Einen hohen Präparationsaufwand erfordert auch die Determination von Trockenmaterial. Häufig muss das Abdomen für die Artbestimmung abgetrennt und gesondert präpariert werden, um die erforderlichen Merkmale sichtbar zu machen. Köcherfliegen, die näher bestimmt werden sollen, deshalb bitte nicht nadeln, spannen und trocknen. Müssen dennoch ge- oder vertrocknete trocknete Tiere bestimmt werden und ist eine sichere Determination anhand der in diesem Zustand erkennbaren Merkmale nicht möglich, hat sich folgende Methode bewährt: Das abgetrennte Abdomen wird über mehrere Stunden in einem Behältnis mit destilliertem Wasser eingeweicht, dem ein Tropfen Spülmittel beigefügt wurde. Meist quillt das eingetrocknete Gewebe wieder auf, wird elastisch und die Genitalstrukturen nehmen wieder eine dem Vitalzustand ähnliche Form an. Oft ist dann eine Determination möglich. Sofern dies nicht ausreicht, lege ich das Abdomenende für wenige Minuten in erwärmte 8 - 10-ige KOH-Lauge und danach für einige Minuten in destilliertes Wasser. Eine leichte Bearbeitung mit Präpariernadel und/oder Pinzette unterstützt den Prozess. Dieses Vorgehen bewirkt eine schnelle Mazeration des Gewebes und eine gute Erkennbarkeit der Genitalstrukturen. Anschließend kann das Präparat gewässert und danach in Ethanol oder Glycerin überführt und untersucht werden.
 

Anmerkung:
Nur ein geringer Prozentsatz von genadelten und gespannten Tieren kann anhand der Flügelzeichnung sicher bestimmt werden. Hier sind manche Lepidopterologen zwar anderer Ansicht, aber meine Auswertungen von Museumsmaterial (Trockenmaterial) haben gezeigt, dass das Einordnen von Tieren nach Flügelform und -färbung zu Fehldeterminationen bis auf Gattungsniveau führte.

 

Etikettierung

Da die Behältnisse, in denen gefangene Tiere in Alkohol aufbewahrt werden, nicht immer dicht schließen, können außen angebrachte Etiketten durch austretenden Alkohol verwischen oder ganz abfallen. Um eine dauerhafte sichere Zuordnung der Tiere zum Fundort und zum Sammler zu gewährleisten, immer einen bleistiftbeschriebenen Fundortzettel zu den Tieren in das Gefäß legen. Bleistift löst sich auch in Alkohol nicht vom Papier.

Proben mit interessanten und schwierig zu bestimmenden Tieren nehmen oft ungeahnte Wege. Immer wieder bekomme ich gesammeltes Material mit nur fragmentarischen Angaben zum Fundort oder zum Sammler. Die Angabe "Mühlbach, 21.06.96" ist absolut wertlos, wenn der Sammler nicht zur Verfügung steht und nähere Angaben dazu machen kann, von welchem der vielen Hundert oder Tausend Mühlbäche im deutschsprachigen Raum diese Probe stammt. Auch Fundort-Codes entwerten eine Probe, wenn dem an faunistischen Daten interessierten Bestimmer nicht der Klartext zu den Codes mitgeliefert wird. Die Codes vereinfachen zwar dem Sammler die Arbeit, erschweren aber dem Bestimmer die faunistische Auswertung ungemein.

 

Deshalb bitte unbedingt immer angeben: Land, Region, Lage der Fundstelle zum nächsten Ort ( z.B. 1,5 km sw. X-Dorf), Gewässername, Name des Sammlers, Datum. Perfekt wird die Etikettierung durch die Angabe von geografischen Koordinaten des Fundortes.

 

Zur Kennzeichnung der Proben und zur dauerhaften Etikettierung der determinierten Tiere sind auch mit PC und Drucker erstellte Etiketten geeignet. Die schwarze Farbe der meisten Tintenstrahldrucker wird im Ethanol etwas fahl, die Schrift bleibt aber lesbar. Am besten eignen sich Laserdrucker, deren rußgefärbtes schwarzes Harz unter Hitzeeinwirkung auf das Papier aufgeschmolzen wird und sich nicht in Ethanol löst. Hiermit werden auch kleine Schriften klar dargestellt, sofern es sich um Papier von einigermaßen guter Qualität (Schreibmaschinenpapier) handelt. Bei Recyclingpapieren besteht die Gefahr des Ausfaserns und des Verlustes von Informationen.

 

Aufbewahrung

Bevor eine größere wissenschaftliche “Nass-Sammlung” (Ethanol-Sammlung) angelegt wird, sollte sich der semi-professionelle Sammler folgende Fragen beantworten:

  1. Soll die Sammlung systematisch oder nach Probennummern (fortlaufend) sortiert sein?
  2. Wie werden die Proben verwaltet?
  3. Welche Probengefäße will ich verwenden?
  4. Wie werden die Probengefäße aufbewahrt?
  5. Wie viel Raum steht für die Sammlung zur Verfügung?
  6. Wie viel Zeit darf die Suche nach einer bestimmten Probe in Anspruch nehmen?
  7. Wie steht es mit der Be- und Entlüftung des Sammlungsraumes?

zu den Fragen 1, 2 und 6:

Eine systematisch angelegte Sammlung erleichtert das rasche Auffinden von Proben. Sie hat jedoch den Nachteil, dass sie bei raschem Anwachsen der Probenzahl immer wieder “auseinandergezogen” werden muss, um Platz zum systematischen Einordnen neuer Proben zu schaffen. Auch systematisch-nomenklatorische Fortentwicklungen erfordern Arbeitsaufwand, um die Sammlung auf dem neuesten Stand zu halten.
Eine fortlaufend, d.h. nach Probennummern sortierte Sammlung kann dicht gepackt werden, erfordert jedoch bei größerem Umfang eine Verwaltung mittels Datenbank. Ferner müssen die Probengläschen zusätzlich mit Probennummern gekennzeichnet werden.

 

zur Frage 3:

Zum Anlegen einer “Nass-Sammlung”, d. h. in Konservierungsflüssigkeiten lagernden Proben, gibt es verschiedene Möglichkeiten. Zunächst einmal ist die Frage zu klären, ob die Probenaufbewahrung in Kunststoffgefäßen  oder Glasgefäßen erfolgen soll. Kunststoff ist zwar nicht bruchempfindlich, aber oft trüb oder undurchsichtig. Ferner altert Kunststoff und niemand gibt Auskunft darüber, in welchem Zustand sich die Probengefäße in 50 Jahren befinden. Für größere und auf lange Dauer angelegte Sammlungen empfehle ich deshalb ausschließlich Glasgefäße. Hier gibt es wiederum eine Reihe von Varianten:

 

a) Gläschen mit Kunststoff-Stopfen

Hier gibt es enorme Preis- und Qualitätsunterschiede. Wer wirklich sicher gehen will, muss sich schon auf die Suche nach  Gläschen begeben, deren Stopfen mindestens drei Dichtlippen haben. Ich kenne bislang nur solche Gläschen aus dem Naturhistorischen Museum in Luxemburg, der Lieferant ist mir nicht bekannt.

b) Schraubverschluss-Gläschen

Im medizinischen Fachhandel gibt es sehr gute und dicht schließende Glasgefäße aller Größen mit Schraubverschluss. Diese haben jedoch in der Regel einen stattlichen Preis. Und wer eine Sammlung mit 10.000 oder mehr Proben aufbaut, den interessiert es schon, ob das Probenglas 5 oder 50 Cent kostet.

 

c) Rollrandgläschen (Schnappdeckelgläschen)

Rollrandgläser-25002Sehr beliebt aber in der Regel problematisch ist die Aufbewahrung von Probenmaterial allein in so genannten Schnappdeckel-Gläschen. Erstens gibt es hier große Qualitätsunterschiede, was den Kunststoffdeckel und somit die Dichtigkeit dieser Probengefäße angeht, zweitens habe ich noch keine Schnappdeckelglas-Sammlung gesehen, bei der nicht nach längerer Lagerung ein relativ hoher Prozentsatz der Gläschen ausgetrocknet und das Probenmaterial geschädigt war. Bei einer Aufbewahrung in beheizten Räumen liegt die Austrocknungsquote nach 3 bis 5 Jahren geschätzt bei etwa 5 - 10 %. Ich verwende diese Gläschen lediglich zum Sammeln im Feld und zur kurzzeitigen Aufbewahrung des Probenmaterials bis zur Determination.

 

Kunststoffbehälter-25002d) die “Schnappdeckelgläschen in PE-Flaschen-Methode”

Viele Museen und zahlreiche Entomologen vermeiden erfolgreich die Austrocknung der Schnappdeckelgläschen dadurch, dass sie diese  in große und dicht schließende PE-Flaschen oder andere dicht schließende Behältnisse (z.B. zylindrische Kunststoffbehälter von Nalgene) stecken, die wiederum etwa zur Hälfte mit Ethanol gefüllt werden. Die Schnappdeckelgläschen werden hierdurch zuverlässig vor dem Austrocknen bewahrt. Aber versuchen Sie einmal, aus einer solchen PE-Flasche rasch eine bestimmte Probe z. B. für Vergleichsuntersuchungen herauszufischen. Ohne größeres Ethanol-Gematsche, Zeitaufwand und entsprechenden Gestank im Raum ist dies kaum möglich. Recht gut geeignet sind die aus klarem Lexan bestehenden zylindrischen Weithals-Schraubdeckelbehälter von Nalgene, sie liegen im Preis jedoch deutlich über der nachfolgend beschriebenen Lösung.

 

Probenglas-25002e) die “Reagenzglas umgedreht im Schraubdeckelglas-Methode”

Als zumindest für den Privatmann erschwingliche Lösung habe ich die unter d) beschriebene Methode etwas optimiert und sie hat sich seit vielen Jahren als preisgünstige Lösung bewährt. Anstelle von Schnappdeckelgläschen verwende ich preiswerte Reagenzgläser mit einer Länge von 100 mm und Durchmessern von 10, 12 und 16 mm aus dem Laborbedarfshandel. In diese werden  Probenmaterial, Ethanol und ein schmales, von außen lesbares Etikett  gegeben. Dann werden sie mit einem Stopfen aus Autopolierwatte (wenig Staubflusen) verschlossen. Anschließend werden die Reagenzgläser mit dem Wattestopfen nach unten in Wurstgläser (Sturzglas, 440 g, aus dem Fleischereibedarfshandel - sehr günstig zu bekommen!) gesteckt, die bis etwa zur Hälfte mit Ethanol gefüllt sind. Die Innenhöhe der Gläser beträgt ca. 105 mm, es wird also kaum Platz verschenkt und es passen je nach Reagenzglas-Durchmesser  bis zu 33 Proben hinein. Der mit einer Kunststoffdichtung versehene Schraubdeckel verschließt dann das Ganze. Auf Deckel und Seite des Wurstglases steht der Name der Art, von der sich Proben darin befinden und von außen lassen sich sogar die Etiketten der randnahen Proben lesen. Die Entnahme von Einzelproben ist durch die zylindrische Form des Glases kein Problem. Selbst wenn ein solches Wurstglas undicht sein sollte (ist mir bislang noch nicht passiert) verdunstet zunächst das Ethanol außerhalb der Proben, die ja mit der Öffnung nach unten stehen und dadurch länger vor Austrocknung geschützt sind.
Ich verwende diese Aufbewahrungsmethode seit etwa 15 Jahren und mir ist seitdem noch keine einzige Probe eingetrocknet.

zu den Fragen 4 und 5:

Je nach zur Verfügung stehendem Raum, Sortierung der Sammlung sowie Größe und Anzahl der Probengefäße muss die Form der Aufbewahrung derselben bedacht werden. Ein alter Aktenschrank oder eine Schubladenkommode mag es dem Privatier für den Anfang tun. Aber bei zunehmender Probenzahl wird der Platz rasch knapp und man lernt, mit Kubikzentimetern zu kalkulieren. Speziell für Schnappdeckelgläser gibt es bei Laboreinrichtern Schränke mit vielen flachen Schubladen. Für größere Probengefäße bieten Ladenbau-, Apotheken- und Laboreinrichter platzsparende, maßgefertigte aber regelmäßig auch teure Lösungen an. Hier muss jeder selbst suchen und entscheiden.

zur Frage 7:

Ethanol verdunstet bei üblichen Raumtemperaturen recht rasch und auch eine Sammlung mit noch so dicht schließenden Probengefäßen gibt geringe Ethanolmengen an die Raumluft ab. In einem Raum mit mehreren Tausend Probengefäßen sollte deshalb kein dauernder Aufenthalt (Arbeitsplatz) vorgesehen sein, es sei denn, es ist für eine regelmäßige und ausreichende Be- und Entlüftung gesorgt.
 

Wohin mit dem Beifang?

Je nach angewandter Sammelmethode entsteht so genannter “Beifang”. Dabei handelt es sich um Tiere, die nicht zum Zweck der speziellen Untersuchung gefangen werden, sondern durch die Fangmethode bedingt in den Proben mit enthalten sind. Allein schon aus ethischen Gründen (“Respekt vor der Natur”) sollten diese Tiere nicht einfach weggeworfen, sondern den jeweiligen Spezialisten z. B. für faunistische oder taxonomische Untersuchungen zugänglich gemacht werden. Wer sich intensiver mit einer Tiergruppe beschäftigt, wird auf Tagungen und Seminaren schnell Kontakte zu solchen Spezialisten finden und hier dankbare Abnehmer für seinen Beifang finden. Ich selbst habe beim Aussortieren von Probenmaterial immer mehrere Gläschen neben dem Binokular stehen, in welche ich andere Tiergruppen (Plecoptera, Ephemeroptera, aquatische Coleoptera, aquatische Diptera, Odonata, Mikrolepidoptera) einsortiere um diese sauber etikettiert (s. o.) bei Gelegenheit an die mir bekannten Spezialisten zu übergeben.

 

Überlassung von Sammlungsmaterial

Sofern Sie Sammlungsmaterial nicht mehr benötigen, lassen sie es nicht im Keller oder auf dem Dachboden vergammeln, sondern bieten Sie die Sammlung möglichst geschlossen den regionalen Ansprechpartnern oder namhaften Museen zur Aufbewahrung und für Forschungszwecke an. Geld werden Sie nur für umfangreiche und wissenschaftlich wertvolle Sammlungen erhalten, aber der Respekt vor der Natur sollte es Ihnen Wert sein, sich um eine sinnvolle Verwertung auch kleiner Sammlungen zu bemühen.